Abstract
The emergence of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Omicron variants has led to concerns that ancestral SARS-CoV-2-based vaccines may not be effective against newly emerging Omicron subvariants.
重症急性呼吸器症候群コロナウイルス 2 (SARS-CoV-2) オミクロン変異体の出現により、祖先型の SARS-CoV-2 ベースのワクチンが、新たに出現したオミクロン亜変異体に対して効果がない可能性があるという懸念が生じています。
The concept of “imprinted immunity” suggests that individuals vaccinated with ancestral virus-based vaccines may not develop effective immunity against newly emerging Omicron subvariants, such as BQ.1.1 and XBB.1.
「刷り込み免疫（抗原原罪）」の概念は、祖先ウイルスベースのワクチンを接種した人は、BQ.1.1 や XBB.1 などの新たに出現した Omicron 亜変異体に対する有効な免疫を獲得できない可能性を示唆しています。
In this study, we investigated this possibility using hamsters.
この研究では、ハムスターを使用してこの可能性を調査しました。
Although natural infection induced effective antiviral immunity, breakthrough infections in hamsters with BQ.1.1 and XBB.1 Omicron subvariants after receiving the 3-dose mRNA-lipid nanoparticle vaccine resulted in only faintly induced humoral immunity, supporting the possibility of imprinted immunity.
自然感染は効果的な抗ウイルス免疫を誘導しましたが、3 回投与 mRNA 脂質ナノ粒子ワクチン接種後の BQ.1.1 および XBB.1 オミクロン亜変異体によるハムスターのブレイクスルー感染では、わずかに誘導された体液性免疫のみが生じ、刷り込み免疫（抗原原罪）の可能性が裏付けられました。
The coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic has led to a global vaccination effort to protect against severe COVID-19 and further to possibly prevent SARS-CoV-2 infections.
2019 年コロナウイルス感染症 (COVID-19) のパンデミックにより、重度の新型コロナウイルス感染症 (COVID-19) から身を守り、さらには SARS-CoV-2 感染を防ぐ可能性のあるワクチン接種の取り組みが世界的に行われています。
First-generation COVID-19 vaccines were developed based on the spike protein of the now-ancestral Wuhan-Hu-1 strain of SARS-CoV-2 (ie, monovalent vaccines) [1].
第一世代の COVID-19 ワクチンは、SARS-CoV-2 の現在の祖先である武漢-Hu-1 株のスパイクタンパク質に基づいて開発されました (一価ワクチン) [1]。
As of June 13, 2023, 70.1% of the world population has received at least 1 dose of COVID-19 vaccine [2].
2023年6月13日の時点で、世界人口の70.1%が少なくとも1回の新型コロナウイルス感染症ワクチンの接種を受けています[2]。
During the COVID-19 pandemic, a variety of SARS-CoV-2 variants with multiple mutations, particularly in the spike gene, have emerged.
新型コロナウイルス感染症（COVID-19）のパンデミック中に、特にスパイク遺伝子に複数の変異を持つさまざまなSARS-CoV-2変異体が出現した。
The B.1.1 strain, which harbors the D614G substitution in the spike protein, predominantly spread worldwide in 2020 [3].
スパイクタンパク質に D614G 置換を持つ B.1.1 株は、2020 年に主に世界中に蔓延しました [3]。
Subsequently, variants such as Alpha, Beta, Gamma, Delta, and Omicron (B.1.529 and BA lineages) emerged and spread around the world [4].
その後、Alpha、Beta、Gamma、Delta、Omicron などの亜種 (B.1.529 および BA 系統) が出現し、世界中に蔓延しました [4]。
The Omicron variant has greatly diversified, and various Omicron subvariants, such as BA.2, BA.5, BQ.1.1, XBB.1, and XBB.1.5, have emerged one after another.
Omicron の亜種は非常に多様化しており、BA.2、BA.5、BQ.1.1、XBB.1、XBB.1.5 など、さまざまな Omicron の亜亜種が次々に登場しています。
More importantly, these subvariants have acquired greater immune escape ability than the ancestral B.1.1 strain and former variants [5–8].
さらに重要なことは、これらの亜変異体は、祖先の B.1.1 株や以前の変異体よりも優れた免疫回避能力を獲得していることです [5-8]。
The emergence of highly immune-evasive Omicron variants led to the development of bivalent vaccines (ie, a combination of ancestral virus-based and Omicron BA.1 or BA.4/5 based vaccines) to boost the immunity against newly emerging Omicron subvariants [9].
免疫回避性の高い Omicron 変異体の出現により、新たに出現した Omicron 亜変異体に対する免疫を強化するための二価ワクチン (つまり、祖先ウイルスベースのワクチンと Omicron BA.1 または BA.4/5 ベースのワクチンの組み合わせ) の開発が始まりました。 9]。
Nevertheless, booster shots with these bivalent vaccines tend to induce neutralizing antibodies (NAbs) against the ancestral SARS-CoV-2 strain rather than those against newer Omicron subvariants of concern [10].
それにもかかわらず、これらの二価ワクチンによる追加接種は、懸念される新しいオミクロン亜変異体に対するものではなく、祖先型SARS-CoV-2株に対する中和抗体（NAb）を誘導する傾向がある[10]。
Similarly, breakthrough infection (ie, natural infection after vaccination) of Omicron subvariants more strongly induces antiviral humoral immunity against the ancestral SARS-CoV-2 strain than the Omicron subvariant naturally infected [8].
同様に、オミクロン亜変異体の画期的感染（ワクチン接種後の自然感染）は、自然感染したオミクロン亜変異体よりも祖先SARS-CoV-2株に対する抗ウイルス液性免疫をより強く誘導します[8]。
These observations raise a possible concept called “imprinted immunity”—prior exposure to a primary antigen (eg, ancestral SARS-CoV-2 in this case) can attenuate the induction magnitude of immunity against certain secondary antigens (eg, Omicron subvariants) [9, 11–13].
これらの観察は、「刷り込み免疫」と呼ばれる概念の可能性を提起します。つまり、一次抗原（たとえば、この場合は祖先型 SARS-CoV-2）への事前の曝露により、特定の二次抗原（たとえば、オミクロン亜変異体）に対する免疫の誘導の大きさが減弱する可能性があるということです。 、11–13]。
However, to date, the immunological background of humans against SARS-CoV-2 has been highly diversified, because the vaccination status, history of natural infection, the SARS-CoV-2 variant infected, and the time after vaccination/natural infection in individuals vary significantly.
しかし、これまでのところ、ワクチン接種の状況、自然感染歴、感染したSARS-CoV-2変異株、個人のワクチン接種後/自然感染後の時間などにより、SARS-CoV-2に対するヒトの免疫学的背景は非常に多様化している。
Moreover, because most people have been vaccinated, the comparison of immune status between vaccinated and unvaccinated individuals after natural infection of certain SARS-CoV-2 variants of concern is challenging.
さらに、ほとんどの人がワクチン接種を受けているため、懸念される特定の SARS-CoV-2 変異株の自然感染後の、ワクチン接種を受けた人とワクチンを受けていない人の免疫状態を比較することは困難です。
Therefore, directly addressing the possibility of imprinting immunity by vaccination using human samples is technically difficult.
したがって、ヒトサンプルを使用してワクチン接種による免疫刷り込みの可能性に直接取り組むことは技術的に困難です。
In this study, we use an experimental hamster model to address the possibility of imprinting immunity by vaccination.
この研究では、実験用ハムスターモデルを使用して、ワクチン接種による免疫の刷り込みの可能性に取り組みます。
METHODS
Ethics Statement
All experiments with hamsters were performed in accordance with the Science Council of Japan's Guidelines for the Proper Conduct of Animal Experiments. The protocols were approved by the Institutional Animal Care and Use Committee of National University Corporation Hokkaido University (approval ID: 20-0060).
倫理声明
ハムスターを用いたすべての実験は、日本学術会議の動物実験の適正な実施に関するガイドラインに従って行われました。 このプロトコールは、国立大学法人北海道大学の動物実験委員会によって承認された（承認ID: 20-0060）。
Cell Culture
細胞培養
HOS-ACE2/TMPRSS2 cells (HOS cells stably expressing human ACE2 and TMPRSS2) were maintained in Dulbecco’s modified Eagle’s medium ([DMEM] high glucose) (Sigma-Aldrich, Catalog Number 6429-500ML) containing 10% fetal bovine serum ([FBS] Sigma-Aldrich, Catalog Number 172012-500ML) and 1% penicillin–streptomycin ([PS] Sigma-Aldrich, Catalog Number P4333-100ML). VeroE6/TMPRSS2 cells (VeroE6 cells stably expressing human TMPRSS2; JCRB Cell Bank, JCRB1819) were maintained in DMEM (low glucose) (Wako, Catalog Number 041-29775) containing 10% FBS, G418 (1 mg/mL; Nacalai Tesque, Catalog Number G8168-10ML), and 1% PS.
HOS-ACE2/TMPRSS2 細胞 (ヒト ACE2 および TMPRSS2 を安定的に発現する HOS 細胞) を、10% ウシ胎児血清 ([FBS] を含むダルベッコ改変イーグル培地 ([DMEM] 高グルコース) (Sigma-Aldrich、カタログ番号 6429-500ML)) で維持しました。 ] Sigma-Aldrich、カタログ番号 172012-500ML) および 1% ペニシリン – ストレプトマイシン ([PS] Sigma-Aldrich、カタログ番号 P4333-100ML)。 VeroE6/TMPRSS2 細胞 (ヒト TMPRSS2 を安定発現する VeroE6 細胞; JCRB Cell Bank、JCRB1819) を 10% FBS、G418 (1 mg/mL; Nacalai Tesque、 カタログ番号 G8168-10ML)、1% PS。
mRNA Vaccination in Hamsters
ハムスターのmRNAワクチン接種
Syrian hamsters (male, 4 weeks old) were purchased from Japan SLC Inc. (Shizuoka, Japan). Spikevax (0.2 mg/mL; Moderna) was thawed at room temperature in darkness and diluted in saline to vaccinate a hamster at 5 µg/50 µL per hamster intramuscularly. The vaccination was performed 3 times at a 28-day interval starting from 5 weeks old. All hamsters were monitored daily and weighed once a week. They did not show any clinical manifestations during the vaccination period.
シリアンハムスター（雄、生後４週間）は、日本エスエルシー株式会社（静岡県）から購入した。 Spikevax (0.2 mg/mL; Moderna) を暗所で室温で解凍し、生理食塩水で希釈し、ハムスター 1 匹あたり 5 μg/50 μL でハムスターに筋肉注射でワクチン接種しました。 ワクチン接種は生後5週目から28日間隔で3回接種した。 すべてのハムスターを毎日監視し、週に 1 回体重を測定しました。 彼らはワクチン接種期間中に臨床症状を示さなかった。
Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 Infection in Hamsters
ハムスターの重症急性呼吸器症候群コロナウイルス2感染症
Animal experiments were performed as previously described, and sera for the unvaccinated hamster group were obtained from a previous study [5–7].
動物実験は前述のように行われ、ワクチン接種を受けていないハムスターグループの血清は以前の研究から得られました[5-7]。
Syrian hamsters (male, 4 weeks old) were purchased from Japan SLC Inc. for the unvaccinated group.
ワクチン未接種群用にシリアンハムスター（雄、生後４週間）を日本エスエルシー株式会社から購入した。
For the virus infection experiments, hamsters were anaesthetized by intramuscular injection of a mixture of 0.15 mg/kg medetomidine hydrochloride, 2.0 mg/kg alphaxaone (Alfaxanâ, Jurox), and 2.5 mg/kg butorphanol.
ウイルス感染実験では、0.15 mg/kg 塩酸メデトミジン、2.0 mg/kg アルファキサオン (Alfaxan®、Jurox)、および 2.5 mg/kg ブトルファノールの混合物を筋肉内注射してハムスターを麻酔しました。
The clinical isolates of SARS-CoV-2 B.1.1 (strain TKYE610670; GISAID ID: EPI_ISL_479681) [5], Omicron BA.2 (strain TY40-385; GISAID ID: EPI_ISL_9595859) [5], Omicron BQ.1.1 (strain TY41-796-P1; GISAID ID: EPI_ISL_15579783) [6], or Omicron XBB.1 (strain TY41-795; GISAID ID: EPI_ISL_15669344) [7] (10 000 50% tissue culture infective dose in 100 µL), or saline (100 µL) were intranasally inoculated under anesthesia.
SARS-CoV-2 B.1.1 (株 TKYE610670; GISAID ID: EPI_ISL_479681) [5]、Omicron BA.2 (株 TY40-385; GISAID ID: EPI_ISL_9595859) [5]、Omicron BQ.1.1 (株) の臨床分離株 TY41-796-P1; GISAID ID: EPI_ISL_15579783) [6]、または Omicron XBB.1 (TY41-795 株; GISAID ID: EPI_ISL_15669344) [7] (100 µL 中に 10,000 の 50% 組織培養感染量)、または生理食塩水 (100 µL) を麻酔下で鼻腔内に接種しました。 感染ハムスターの血清を感染後 16 日目 (d.p.i.) に収集しました。
Sera of infected hamsters were collected at 16 days postinfection (d.p.i.). using cardiac puncture under anesthesia with isoflurane and used for neutralization assay.
イソフルランによる麻酔下での心臓穿刺を使用し、中和アッセイに使用されます。
Reverse-Transcription Quantitative Polymerase Chain Reaction
逆転写定量的ポリメラーゼ連鎖反応
Reverse-transcription quantitative polymerase chain reaction (RT-qPCR) (Figure 1B) was performed as previously described [5]. Briefly, 5-μL culture supernatant was mixed with 5 μl of 2× ribonucleic acid (RNA) lysis buffer [2% Triton X-100; Nacalai Tesque, Catalog Number 35501-15], 50 mM KCl, 100 mM Tris-HCl [pH 7.4], 40% glycerol, and 0.8 U/μL recombinant RNase inhibitor [Takara, Catalog Number 2313B]) and incubated at room temperature for 10 minutes. RNase-free water (90 μL) was added, and then a diluted sample (2.5 μL) was taken as the template for real-time RT-PCR (targeting nucleoprotein-coding plus-strand RNA) performed according to the manufacturer's protocol using One Step TB Green PrimeScript PLUS RT-PCR kit (Takara, Catalog Number RR096A) and the following primers: Forward N, 5′-AGC CTC TTC TCG TTC CTC ATC AC-3′; and Reverse N, 5′-CCG CCA TTG CCA GCC ATT C-3′. The viral RNA copy number was standardized with a SARS-CoV-2 direct detection RT-qPCR kit (Takara, Catalog Number RC300A). Fluorescent signals were acquired using a CFX Connect Real-Time PCR Detection system (Bio-Rad).
逆転写定量的ポリメラーゼ連鎖反応 (RT-qPCR) (図 1B) は、以前に記載されているように実行されました [5]。 簡単に説明すると、5 μL の培養上清を 5 μL の 2×リボ核酸 (RNA) 溶解バッファー [2% Triton X-100; ナカライテスク、カタログ番号 35501-15]、50 mM KCl、100 mM Tris-HCl [pH 7.4]、40% グリセロール、および 0.8 U/μL 組換え RNase 阻害剤 [タカラ、カタログ番号 2313B]）を加え、室温で 1 時間インキュベート 10分。 RNase フリー水 (90 μL) を加え、希釈したサンプル (2.5 μL) をリアルタイム RT-PCR (核タンパク質をコードするプラス鎖 RNA をターゲットとする) のテンプレートとして採取し、One を使用してメーカーのプロトコールに従って実行しました。 Step TB Green PrimeScript PLUS RT-PCR キット (Takara、カタログ番号 RR096A) および以下のプライマー: Forward N, 5'-AGC CTC TTC TCG TTC CTC ATC AC-3'; および逆Ｎ、５'−ＣＣＧ ＣＣＡ ＴＴＧ ＣＣＡ ＧＣＣ ＡＴＴ Ｃ−３'。 ウイルス RNA コピー数は、SARS-CoV-2 直接検出 RT-qPCR キット (Takara、カタログ番号 RC300A) を使用して標準化されました。 蛍光シグナルは、CFX Connect リアルタイム PCR 検出システム (Bio-Rad) を使用して取得しました。
Figure 1.
Impact of immune imprinting by vaccination.
ワクチン接種による免疫刷り込みの影響。
(A) Schematic time course of animal experiment in this study. The number of hamsters in each group (N) is indicated in parenthesis.
(A) この研究における動物実験の概略的な時間経過。 各グループのハムスターの数 (N) を括弧内に示します。
(B) Viral ribonucleic acid (RNA) loads in the oral swab. The copy numbers of viral RNA in the oral swab of breakthrough infection hamsters at 2 days postinfection were quantified by reverse-transcription quantitative polymerase chain reaction. The presented data are expressed as the average ± standard error of the mean, and each dot indicates the result of an individual hamster. Statistically significant differences versus BA.2 (*, P < .05) or BQ.1.1 (#, P < .05) were determined by two-sided Mann-Whitney U tests. (Cand D) Neutralization assay. The assay was performed with pseudoviruses harboring the S proteins of B.1.1 (the D614G-bearing ancestral virus), BA.2, BQ.1.1, XBB.1, and XBB.1.5. The following sera were used:
(B) 口腔スワブにロードされたウイルスのリボ核酸 (RNA)。 感染後 2 日目の突破感染ハムスターの口腔スワブ中のウイルス RNA のコピー数を、逆転写定量的ポリメラーゼ連鎖反応によって定量しました。 提示されたデータは平均値±平均値の標準誤差として表され、各ドットは個々のハムスターの結果を示します。 BA.2 (*、P < .05) または BQ.1.1 (#、P < .05) に対する統計的有意差は、両側マンホイットニー U 検定によって決定されました。 (Cand D) 中和アッセイ。 このアッセイは、B.1.1 (D614G を保有する祖先ウイルス)、BA.2、BQ.1.1、XBB.1、および XBB.1.5 の S タンパク質を保有するシュードウイルスを使用して実行されました。 以下の血清を使用した：
(C) the sera obtained from hamsters infected with B.1.1 (12 hamsters), BA.2 (12 hamsters), BQ.1.1 (6 hamsters), and XBB.1 (6 hamsters) without vaccination;
（C）ワクチン接種を受けずにB.1.1（ハムスター12匹）、BA.2（ハムスター12匹）、BQ.1.1（ハムスター6匹）、およびXBB.1（ハムスター6匹）に感染したハムスターから得た血清。 ;
(D) and the sera obtained from hamsters receiving 3-dose mRNA vaccination before severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) infection, uninfected (ie, only vaccinated; 9 hamsters), and breakthrough-infected with BA.2 (8 hamsters), BQ.1.1 (7 hamsters), and XBB.1 (8 hamsters). Assays for each serum sample were performed in triplicate to determine the 50% neutralization titer (NT50). Each dot represents 1 NT50 value, and the geometric mean and 95% confidential interval are shown. Statistically significant differences versus B.1.1 (*P < .05) or infected variant (#P < .05) were determined by two-sided Wilcoxon signed-rank tests. The color of the asterisks indicates the variant compared. The horizontal dashed line indicates the detection limit (120-fold).
(D) および重症急性呼吸器症候群コロナウイルス 2 (SARS-CoV-2) 感染前に 3 回の mRNA ワクチン接種を受け、未感染 (つまり、ワクチン接種のみ; 9 匹のハムスター)、および BA.2 に画期的感染したハムスターから得た血清。 (ハムスター 8 匹)、BQ.1.1 (ハムスター 7 匹)、および XBB.1 (ハムスター 8 匹)。 各血清サンプルのアッセイを 3 回実行して、50% 中和力価 (NT50) を測定しました。 各ドットは 1 NT50 値を表し、幾何平均と 95% 信頼区間が表示されます。 B.1.1 (*P < .05) または感染変異体 (#P < .05) との統計的有意差は、両側 Wilcoxon 符号付き順位検定によって決定されました。 アスタリスクの色は、比較されるバリアントを示します。 水平破線は検出限界 (120 倍) を示します。
Neutralization Assay
中和アッセイ
Pseudoviruses were prepared as previously described [5]. Briefly, lentivirus (human immunodeficiency virus [HIV]-1)-based, luciferase-expressing reporter viruses were pseudotyped with SARS-CoV-2 S proteins. HEK293T cells (1 000 000 cells) were cotransfected with 1 μg psPAX2-IN/HiBiT, 1 μg pWPI-Luc2, and 500 ng of plasmids expressing parental S or its derivatives using PEI Max (Polysciences, Catalog Number 24765-1) according to the manufacturer's protocol. Two days posttransfection, the culture supernatants were harvested and centrifuged. The pseudoviruses were stored at −80°C until use.
シュードウイルスは以前に記載されているように調製されました[5]。 簡単に説明すると、レンチウイルス (ヒト免疫不全ウイルス [HIV]-1) ベースのルシフェラーゼ発現レポーター ウイルスが、SARS-CoV-2 S タンパク質でシュードタイプ化されました。 HEK293T 細胞 (1,000,000 細胞) を、PEI Max (Polysciences、カタログ番号 24765-1) を使用して、1 μg psPAX2-IN/HiBiT、1 μg pWPI-Luc2、および親 S またはその誘導体を発現するプラスミド 500 ng で同時トランスフェクトしました。 メーカーのプロトコル。 トランスフェクションの 2 日後、培養上清を回収し、遠心分離しました。 シュードウイルスは使用するまで-80℃で保管した。
The neutralization assay was prepared as previously described [5–8]. Briefly, the SARS-CoV-2 S pseudoviruses (counting ∼20 000 relative light units) were incubated with serially diluted (120-fold to 87 480-fold dilution at the final concentration) heat-inactivated sera at 37°C for 1 hour. Pseudoviruses without sera were included as controls. Then, a 40-μL mixture of pseudovirus and serum/antibody was added to HOS-ACE2/TMPRSS2 cells (10 000 cells/50 μL) in a 96-well white plate. At 2 d.p.i., the infected cells were lysed with a Bright-Glo luciferase assay system (Promega, Catalog Number E2650), and the luminescent signal was measured using a GloMax explorer multimode microplate reader 3500 (Promega).
中和アッセイは以前に記載されているように準備されました[5-8]。 簡単に説明すると、SARS-CoV-2 S シュードウイルス（約 20,000 相対光単位をカウント）を、段階希釈（最終濃度で 120 倍から 87,480 倍希釈）した熱不活化血清とともに 37℃で 1 時間インキュベートしました。 。 血清を含まないシュードウイルスを対照として含めた。 次に、シュードウイルスと血清/抗体の混合物 40 μL を、96 ウェル白色プレート内の HOS-ACE2/TMPRSS2 細胞 (10 000 細胞/50 μL) に添加しました。 2 dpiで、感染細胞をBright-Glo ルシフェラーゼ アッセイ システム (Promega、カタログ番号 E2650) で溶解し、発光シグナルを GloMax Explorer マルチモード マイクロプレート リーダー 3500 (Promega) を使用して測定しました。
RESULTS
Preparation of Hamster Antisera by Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 Infection With and Without Prior Vaccination
ワクチン接種の有無による重症急性呼吸器症候群コロナウイルス2感染によるハムスター抗血清の調製
To investigate the effect of vaccination on the induction of NAbs after breakthrough infection, we prepared (1) 4 groups of unvaccinated Syrian hamsters (Figure 1A, top) and (2) 4 groups of hamsters that intramuscularly received a 3-dose vaccination with monovalent mRNA-LNP (Spikevax, Moderna) at a 28-day interval (Figure 1A, bottom).
ブレイクスルー感染後のNAbs誘導に対するワクチン接種の効果を調べるため、(1)ワクチン未接種のシリアンハムスター4群（図1A、上）と、(2)一価mRNA-LNP（Spikevax、Moderna社製）を28日間隔で3回筋肉内接種したハムスター4群（図1A、下）を準備した。
Then, hamsters were challenged with SARS-CoV-2 ancestral strain B.1.1, Omicron BA.2, Omicron BQ.1.1, or Omicron XBB.1.
その後、ハムスターにSARS-CoV-2先祖株B.1.1、オミクロンBA.2、オミクロンBQ.1.1、またはオミクロンXBB.1を接種した。
To verify successful breakthrough infection in vaccinated hamsters, the viral RNA copy number via oral swabs at 2 d.p.i. was measured by RT-qPCR.
ワクチン接種を受けたハムスターにおけるブレークスルー感染の成功を確認するために、2d.p.i.の口腔スワブを介したウイルスRNAコピー数をRT-qPCRで測定した。
As shown in Figure 1B, the viral RNA loads in the oral swabs of the BA.2- and BQ.1.1-infected hamsters were comparable, whereas that of XBB.1-infected hamsters was significantly lower than that of other groups.
図1Bに示すように、BA.2感染ハムスターとBQ.1.1感染ハムスターの口腔スワブ中のウイルスRNA量は同程度であったが、XBB.1感染ハムスターのそれは他の群より有意に低かった。
These RNA loads indicate breakthrough SARS-CoV-2 infection was established in the vaccinated hamsters.
これらのRNA量は，ワクチン接種を受けたハムスターでSARS-CoV-2感染が成立したことを示す．
Evaluation of Antiviral Humoral Immunity Induced by Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 Infection With and Without Prior Vaccination
ワクチン接種の有無にかかわらず、重症急性呼吸器症候群コロナウイルス2感染によって誘導される抗ウイルス体液性免疫の評価
At 16 d.p.i., the sera were collected from infected hamsters (Figure 1A).
16d.p.i.で、感染したハムスターから血清を採取した（図1A）。
We then performed neutralization assays using the sera and HIV-1-based pseudoviruses harboring the spike protein of B.1.1, BA.2, BQ.1.1, XBB.1, and XBB.1.5.
次に、この血清と、B.1.1、BA.2、BQ.1.1、XBB.1、およびXBB.1.5のスパイクタンパク質を保有するHIV-1ベースの偽ウイルスを用いて中和アッセイを行った。
The antisera obtained from unvaccinated hamsters exhibited neutralization activity against the variant infected, whereas antisera from hamsters infected with XBB.1 also cross-reacted with XBB.1.5 (Figure 1C).
ワクチン未接種のハムスターから得た抗血清は変種感染に対して中和活性を示したが、XBB.1に感染したハムスターから得た抗血清はXBB.1.5とも交差反応した（図1C）。
Consistent with our previous findings [5–7], natural SARS-CoV-2 infection efficiently induced antiviral humoral immunity against the variant infected.
我々の以前の知見[5-7]と一致して、SARS-CoV-2の自然感染は、変種感染に対する抗ウイルス体液性免疫を効率的に誘導した。
In the case of hamster sera with a 3-dose vaccination (without SARS-CoV-2 infection), neutralization activity against the ancestral B.1.1 variant was observed (Figure 1D).
3回接種のハムスター血清（SARS-CoV-2感染なし）の場合、先祖代々のB.1.1亜型に対する中和活性が観察された（図1D）。
However, these antisera did not exhibit neutralizing activity against other Omicron subvariants such as BA.2, BQ.1.1, XBB.1, and XBB.1.5 (Figure 1D).
しかし、これらの抗血清は、BA.2、BQ.1.1、XBB.1、およびXBB.1.5のような他のOmicron亜型に対する中和活性を示さなかった（図1D）。
These observations mirror findings in humans [8, 12].
これらの観察結果は、ヒトにおける所見を反映したものである[8, 12]。
We then assessed whether the breakthrough infections of 3 Omicron subvariants (BA.2, BQ.1.1, and XBB.1) induced the neutralization activity against the variant infected, as observed in unvaccinated hamsters above.
次に、3つのオミクロン亜型（BA.2、BQ.1.1、およびXBB.1）の画期的な感染により、上記のワクチン未接種のハムスターで観察されたように、感染した亜型に対する中和活性が誘導されるかどうかを評価した。
However, although anti-B.1.1 (ancestral SARS-CoV-2) neutralization activity was observed, the sera obtained from breakthrough infection hamsters did not exhibit prominent antiviral effects against the variant infected (Figure 1D).
しかし、抗B.1.1（祖先型SARS-CoV-2）中和活性は観察されたが、画期的感染ハムスターから得られた血清は、変種感染に対して顕著な抗ウイルス効果を示さなかった（図1D）。
Although the 50% neutralization titer (NT50) of the sera obtained from BA.2 breakthrough infection hamsters against BA.2 was significantly lower than that against B.1.1 (4.3-fold), all sera obtained from 8 breakthrough infection hamsters with BA.2 exhibited anti-BA.2 activity (Figure 1D).
BA.2株のBA.1.1株に対する50％中和価（NT50）は、BA.2株のBA.1.1株に対する50％中和価（4.3倍）よりも有意に低かったが、
However, the NT50 values of the sera obtained from BQ.1.1 and XBB.1 breakthrough infection hamsters against the variant infected were profoundly lower than that against B.1.1 (Figure 1D).
BA.2株のBA.1.1株に対する中和価（NT50）は、BA.2株のBA.1.1株に対する50％中和価（4.3倍）よりも有意に低かった（図1D）
Moreover, the NT50 values of the sera of 3 and 5 hamsters’ breakthrough infection with BQ.1.1 and XBB.1, respectively, were below detection limit (Figure 1D).
さらに、BQ.1.1およびXBB.1による3匹および5匹のハムスターのブレークスルー感染血清のNT50値は、それぞれ検出限界以下であった（図1D）。
These observations suggest that the induction of antiviral humoral immunity against a SARS-CoV-2 variant of infection is attenuated by comparatively ancestral vaccine inoculation before infection.
これらの観察結果は、SARS-CoV-2亜型感染に対する抗ウイルス体液性免疫の誘導は、感染前に比較的先祖返りしたワクチンを接種することによって減弱することを示唆している。
DISCUSSION
In this study, we investigated the impact of vaccination on the induction of humoral immunity against the SARS-CoV-2 variants infected using an experimental animal model and addressed the possibility of immune imprinting by vaccination.
本研究では，実験動物モデルを用いて，SARS-CoV-2亜型感染に対する体液性免疫の誘導に及ぼすワクチン接種の影響を検討し，ワクチン接種による免疫刷り込みの可能性について検討した．
We showed that the hamsters infected with a variety of SARS-CoV-2 Omicron subvariants exhibited specific humoral immunity against the SARS-CoV-2 variant infected.
その結果，様々なSARS-CoV-2オミクロン亜型に感染したハムスターは，感染したSARS-CoV-2亜型に対して特異的な体液性免疫を示した．
On the other hand, the infection of SARS-CoV-2 Omicron subvariants, particularly BQ.1.1 and XBB.1, in the hamsters that received 3 doses of monovalent mRNA vaccine did not induce specific humoral immunity against the SARS-CoV-2 variant infected.
一方、一価mRNAワクチンを3回接種したハムスターにSARS-CoV-2オミクロン亜型、特にBQ.1.1とXBB.1を感染させても、感染したSARS-CoV-2亜型に対する特異的な体液性免疫は誘導されなかった。
Consistent with findings in human samples [8, 12], these results suggest that breakthrough infections tend to boost the humoral immunity against the vaccine strain (ie, ancestral SARS-CoV-2) rather than the variant infected after vaccination.
これらの結果は、ヒトで得られた知見[8, 12]と一致しており、ブレイクスルー感染によって、ワクチン接種後に感染した変種ではなく、ワクチン株（すなわち、先祖伝来のSARS-CoV-2）に対する体液性免疫が増強される傾向があることを示唆している。
In particular, although the immunogenicity of XBB.1 was comparable to those of the other variants (Figure 1C), vaccination before XBB.1 infection failed to effectively induce antiviral humoral immunity against XBB.1 (Figure 1D).
特に、XBB.1の免疫原性は他の変異株と同等であったが（図1C）、XBB.1感染前のワクチン接種では、XBB.1に対する抗ウイルス体液性免疫を効果的に誘導できなかった（図1D）。
Because the antigenicity of XBB.1 is prominently different from that of ancestral SARS-CoV-2 [7, 8, 12], imprinted immunity can be observed when variants of SARS-CoV-2 breakthrough infections have different immunogenicity from the vaccine strain.
XBB.1の抗原性は、先祖伝来のSARS-CoV-2の抗原性とは大きく異なるため[7, 8, 12]、SARS-CoV-2の変種がワクチン株と異なる免疫原性を持つ場合、刷り込み免疫が観察される可能性がある。
In this study, we showed experimental data suggesting the existence of imprinted immunity by vaccination in hamsters.
本研究では、ハムスターを用いたワクチン接種による刷り込み免疫の存在を示唆する実験データを示した。
However, it should be noted that our results do not necessarily suggest the ineffectiveness of anti-SARS-CoV-2 mRNA vaccines to date.
しかし、この結果は必ずしもこれまでの抗SARS-CoV-2 mRNAワクチンの無効性を示唆するものではないことに留意すべきである。
First, these findings are brought from experiments using an animal model, and the antibody repertoire induced by SARS-CoV-2 infection should differ between hamsters and humans.
第一に、これらの知見は動物モデルを用いた実験からもたらされたものであり、SARS-CoV-2感染によって誘導される抗体レパートリーはハムスターとヒトでは異なるはずである。
Therefore, it is unclear to what extent the results shown in this study can be extrapolated to humans.
したがって、本研究で示された結果がどの程度までヒトに外挿できるかは不明である。
Second, we only analyzed monovalent vaccine effects, which is based on ancestral SARS-CoV-2, and therefore the impact of BA.1 or BA.5 bivalent vaccines remains unclear.
第二に、我々は先祖伝来のSARS-CoV-2に基づく一価ワクチンの効果しか解析していないため、BA.1またはBA.5の二価ワクチンの影響は不明である。
Third, we only evaluated the possibility of immune imprinting on humoral immunity. In studies using human samples, it is evident that monovalent mRNA vaccines can induce efficient cellular immunity against multiple SARS-CoV-2 subvariants [14].
第三に、我々は体液性免疫における免疫刷り込みの可能性を評価したに過ぎない。ヒトサンプルを用いた研究では、一価のmRNAワクチンが複数のSARS-CoV-2亜型に対する効率的な細胞性免疫を誘導できることが明らかになっている[14]。
Therefore, mRNA vaccines can contribute to prevent COVID-19 severity.
したがって、mRNAワクチンはCOVID-19の重症化予防に貢献する可能性がある。
Fourth, although the time interval in this study is fixed (28-day interval for vaccination, 28-day interval for infection after the third dose of vaccine, and the serum collection at 16 d.p.i.), previous studies using human samples suggest the time interval between vaccination and breakthrough infection can impact the magnitude of humoral immunity [15, 16].
第四に、本研究では時間間隔を固定しているが（ワクチン接種28日間隔、ワクチン3回目接種後の感染28日間隔、血清採取16d.p.i.）、ヒト試料を用いた先行研究では、ワクチン接種と画期的感染との時間間隔が体液性免疫の大きさに影響することが示唆されている[15, 16]。
Therefore, the time interval between vaccinations and breakthrough infection after the last vaccination may modulate the magnitude of immune imprinting by vaccination.
したがって、ワクチン接種と最後のワクチン接種後のブレークスルー感染との間の時間間隔は、ワクチン接種による免疫刷り込みの大きさを調節する可能性がある。
CONCLUSIONS
In our study, experimental data using hamsters indicates the possibility of imprinted immunity as an effect of vaccination. With this in mind, the potential impact of imprinted immunity in humans requires extensive investigation.
我々の研究では、ハムスターを用いた実験データから、ワクチン接種の効果として刷り込み免疫が存在する可能性が示された。このことを念頭に置くと、ヒトにおける刷り込み免疫の影響の可能性については、広範な調査が必要である。
Notes
Acknowledgments. We thank all members belonging to The Genotype to Phenotype Japan (G2P-Japan) Consortium.
Financial support. This study was supported in part by AMED SCARDA Japan Initiative for World-leading Vaccine Research and Development Centers “UTOPIA” (Grant JP223fa627001; to KS), AMED SCARDA Program on research and development of new-generation vaccine including new modality application (Grant JP223fa727002; to KS); AMED SCARDA World-leading Institutes for Vaccine Research and Development Hokkaido Synergy Campus (Grant JP223fa627005; to HS, TF, and KM); AMED Research Program on Emerging and Re-emerging Infectious Diseases (Grants JP22fk0108146 [to KS], JP21fk0108493 and JP22fk0108617 [to TF], JP21fk0108494 [to G2P-Japan Consortium, TF, and KS], JP21fk0108425 [to KS], and JP21fk0108432 [to TF and KS]); AMED Research Program on HIV/AIDS (Grant JP22fk0410039; to KS); AMED CREST (Grant JP22gm1610008; to TF); JST PRESTO (Grant JPMJPR22R1; to JI); AMED Japan Program for Infectious Diseases Research and Infrastructure (Grant JP22wm0125008; to HS); JST CREST (Grant JPMJCR20H4; to KS); JSPS KAKENHI Grant-in-Aid for Scientific Research B (Grant 21H02736; to TF); JSPS KAKENHI Grant-in-Aid for Early-Career Scientists (Grant 20K15767; to JI); JSPS Core-to-Core Program (A. Advanced Research Networks) (Grant JPJSCCA20190008; to KS); JSPS Research Fellow DC2 (Grant 22J11578; to KU); JST SPRING (Grant JPMJSP2108; to SF); World-leading Innovative and Smart Education (WISE) Program 1801 from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science and Technology (MEXT) (to NN).
CONSORTIA
The Genotype to Phenotype Japan (G2P-Japan) Consortium
The Institute of Medical Science, The University of Tokyo, Japan
Yu Kaku, Naoko Misawa, Arnon Plianchaisuk, Ziyi Guo, Alfredo A. Hinay Jr., Jarel Elgin M. Tolentino, Luo Chen, Mai Suganami, Mika Chiba, Ryo Yoshimura, Kyoko Yasuda, Keiko Iida, Naomi Ohsumi, Adam P. Strange, Shiho Tanaka
Hokkaido University, Japan
Rigel Suzuki, Saori Suzuki, Hayato Ito, Shinya Tanaka, Masumi Tsuda, Lei Wang, Yoshikata Oda, Zannatul Ferdous, Kenji Shishido
Tokyo Metropolitan Institute of Public Health, Japan
Kenji Sadamasu, Kazuhisa Yoshimura, Hiroyuki Asakura, Isao Yoshida, Mami Nagashima
Tokai University, Japan
So Nakagawa
Kyoto University, Japan
Kotaro Shirakawa, Akifumi Takaori-Kondo, Kayoko Nagata, Ryosuke Nomura, Yoshihito Horisawa, Yusuke Tashiro, Yugo Kawai, Kazuo Takayama, Rina Hashimoto, Sayaka Deguchi, Yukio Watanabe, Ayaka Sakamoto, Naoko Yasuhara, Takao Hashiguchi, Tateki Suzuki, Kanako Kimura, Jiei Sasaki, Yukari Nakajima, Hisano Yajima
Hiroshima University, Japan
Takashi Irie, Ryoko Kawabata
Kyushu University, Japan
Kaori Tabata
Kumamoto University, Japan
Terumasa Ikeda, Hesham Nasser, Ryo Shimizu, MST Monira Begum, Michael Jonathan, Yuka Mugita, Otowa Takahashi, Kimiko Ichihara, Takamasa Ueno, Chihiro Motozono, Mako Toyoda
University of Miyazaki, Japan
Akatsuki Saito, Maya Shofa, Yuki Shibatani, Tomoko Nishiuchi
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Author notes
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